Determinación de los componentes de los seres vivos
Reconocimiento de glúcidos:
- Materiales necesarios para la práctica:
- Tubos de ensayo - Solución de Fehling A y B
- Gradilla - Solución alcalina (sosa, potasa, bicarbonato etc.)
- Pinzas de madera - CHl diluido
- Mechero - Solución al 5% de glucosa, lactosa, fructosa, sacarosa y
- Pipetas almidón.
- Solución de Lupol
- Estudio de los azucares reductores:
- Fundamento: Los monosacáridos y la mayoría de los disacáridos poseen poder reductor que se deben al grupo carbonilo que tienen en su molécula este carácter reductor puede ponerse de manifiesto por medio de una reacción redox llevada a cabo entre ellos y el sulfato de cobre (II).las soluciones de esta sal tienen color azul.tras la reacción con el glúcido reductor se forma oxido de cobre (I) de color rojo teja. de este modo el cambio de color indica que se ha producido la citada reacción y por lo tanto el glúcido presenta el poder reductor.
- Técnica:
- Poner en los tubos de ensayo 3ml de la solución de glucosa, maltosa, lactosa, sacarosa y fructosa, cada solución en un tubo de ensayo diferente.
- Añadir a todos los tubos de ensayo anteriores 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B(lleva NaOH para alcalinizar el medio)
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| Sacarosa con Fehling A y B |
- Colocar los tubos de ensayo al fuego del mechero hasta que hierva.
- Observar los resultados, si la solución se vuelve rojo teja será positiva y si no cambia se vuelve negra la reacción será negativa
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Izquierda: fructosa positiva.
Centro: sacarosa negativa.
Derecha: Lactosa positiva. |
3. Conclusión: La fructosa, la glucosa, el almidón y la lactosa dieron resultado positivo, es decir, tienen poder reductor pero la sacarosa no tuvo poder reductor, después de calentarlo se puso negro.
- Hidrólisis de la sacarosa:
- Técnica:
- Tomar 3ml de la solución de sacarosa y añadir 10 gotas de HCl diluido.
- Calentar a la llama del mechero durante unos 5 minutos.
- Dejar enfriar.
- Neutralizar añadiendo, 3ml de la solución alcalina.
- Añadir 1ml de Fehling A y 1ml de Fehling B (calentar si es necesario)
- Investigación de los polisacáridos I (almidón)
- Fundamento: el almidón es un polisacárido vegetal formado por dos componentes, la amilosa y la amilopeptina. La primera se colorea de azul en presencia de yodo debido no a una reacción química sino a la absorción o fijación del yodo en la superficie de la molécula de amilosa, lo cual solo ocurre en frío. Como reactivo se usa una solución llamada lugol que contiene yodo y yoduro potásico. Como los polisacaáidos no tienen poder reductor, la reacción de Fehling da negativa.
- Técnica:
- Coger dos tubos de ensayo y echar 3ml de la solución del almidón en cada tubo.
- Añadir 3 gotas de la solución de lugol en un tubo y otras 3 gotas de vetadine en el otro tubo.
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Tubo izquierdo: almidón con lugol
Tubo derecho: almidón con vetadine |
- Calentar suavemente, sin que llegue a hervir, hasta que pierda el color.
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Tubo izquierdo: almidón con lugol
Tubo derecho: almidón con vetadine. |
- Enfriar el tubo de ensayo al grifo y esperar unos 2 o 3 minutos hasta que vuelva a aparecer el color.
3. Conclusión: Tras haber calentado ambos tubos el color de la solución desapareció y tras enfriarlo el color volvió a su forma original.
Reconocimiento de lípidos:
- Materiales necesarios para la práctica:
- Pruebas Tubing - solución al 20% de NaOH
- Gradilla - Solución de Sudan III
- Varillas de vidrio - Tinta china roja
- Mechero - Éter, cloroformo o acetona
- Vasos de precipitado - Aceite de oliva
- Pipetas
- Fundamento: Las grasas reaccionan en caliente con el hidróxido sódico o potásico descomponiéndose en los dos elementos que las componen: glicerina y ácidos grasos.Estos se combinan con los iones sodio o potasio del hidróxido para dar jabones, que son en consecuencia las sales sódicas o potásicas de los ácidos grasos. En los seres vivos, la hidrólisis de los triglicéridos se realiza mediante la acción de encimas específicas (lipasas) que dan lugar a la formación de ácidos grasos y glicerina
- Técnica:
- Colocar en un tubo de ensayo 2ml de aceite y 2ml de NaOH al 20%
- Agitar enérgicamente y colocar el tubo al baño maría de 20 a 30 minutos.
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| Baño María |
- Pasado el tiempo se observan 3 fases, una fase inferior en la que se encuentra la solución de sosa sobrante con la glicerina, una fase intermedia semisólida donde se encuentra el jabón formado y una superior lipídica de aceite inalterado.
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| Se observan las 3 fases |
3. Conclusión Tras haber concluido los 30 minutos al baño María, aparecieron las tres fases antes mencionadas.
- Fundamento: Los lípidos se colorean selectivamente de rojo-anaranjado con el colorante Sudan III.
- Técnica:
- Disponer en una gradilla dos tubos de ensayo colocando en cada uno 2ml de aceite.
- Añadir a uno de ellos 4-5 gotas de la solución alcohólica de Sudan III.
- Al otro tubo añadir 4-5 gotas de tinta roja.
- Agitar ambos tubos y dejar reposar.
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Tubo izd: roja tinta de aceite.
Tubo dch: aceite con Sudan III. |
- Fundamento: Los lípidos son insolubles en agua. Cuando se agitan fuertemente en ella se dividen en pequeñísimas gotas formando una emulsión de aspecto lechoso, que es transitoria, pues desaparece en reposo por reagrupación de las gotitas de grasa en una capa que, por su menor densidad, se sitúa sobre el agua. por el contrario, las grasas son solubles en disolventes orgánicos, como el éter, cloroformo, acetona...
- Técnica:
- Poner 2ml de aceite en dos tubos de ensayo.
- Añadir a uno de ellos 2ml de agua y al otro 2ml de éter u otro disolvente orgánico
- Agitar fuertemente ambos tubos y dejar reposar.
- Se observa como el aceite se ha disuelto en el éter y en cambio no lo hace en el agua.
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Tubo centro derecho: aceite con acetona
Tubo derecha: aceite con agua |
3. Conclusión: En el tubo que había aceite con acetona, el aceite se mezcló por completo pero en el tubo que había aceite con agua se observaron dos fases una fase inferior con agua y una fase superior con el aceite.
Reconocimiento de prótidos:
Materiales:
- Tubos de ensayo - Solución de HCl concentrado
- Gradilla - Alcohol etílico
- Ligero - Solución SO4Cu al 20%
- Vasos de precipitados - Clara de huevo o leche
- Pipetas - Solución de albúmina al 1-2%
- Coagulación de las proteínas:
- Fundamento: Las proteínas debido al gran tamaño de sus moléculas forman con el agua soluciones coloidales que pueden precipitar formándose coágulos al ser calentadas a temperaturas superiores a 70ºC o al ser tratadas con soluciones salinas, alcohol etc. La coagulación de las proteínas es un proceso irreversible y se debe a su desnaturalización por los agentes indicados que al actuar sobre la proteína la desordenan por destrucción de sus estructuras secundarias y terciarias
- Técnica:
- Colocar en tres tubos de ensayo una pequeña cantidad de clara de huevo o 2-3 ml de leche (en nuestro caso leche)
- Calentar uno de los tubos de ensayo al baño María
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| 3ml de leche al baño María |
- Añadir 2-3 ml de HCl concentrado al segundo tubo y al tercero añadir 3ml de alcohol etílico.
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Tubo de ensayo izd.: leche con alcohol etílico (no se coagula)
Tubo de ensayo dch.: leche con HCl (se coagula) |
3. Conclusión: En el tubo con leche y alcohol etílico, la leche no se coaguló, todo lo contrario paso con la leche que estaba en el tubo junto con el ácido clorhídrico, en este tubo la leche se coaguló. en el tubo con leche sola que pusimos a baño María se formaron coágulos.
- Reacciones coloreadas específicas (Biuret)
- Fundamento: entre las reacciones coloreadas específicas de las proteínas, que sirven por tanto para su identificación, destaca la reacción de Biuret. Esta reacción la producen los péptidos y las proteínas pero no los aminoácidos ya que se debe a la presencia del enlace peptídico CO-NH que se destruye al liberarse los aminoácidos. El reactivo de Biuret lleva sulfato de cobre (II) y sosa, y el cobre, en un medio fuertemente alcalino, se coordina con los enlaces peptídicos formando un complejo de color violeta (Biuret) cuya intensidad de color depende de la concentración de proteínas.
- Técnica:
- Colocar en un tubo de ensayo 2-3 ml de la solución de albúmina al 1-2%.
- Añadir 4-5 gotas de la solución SO4Cu al 1%.
- Añadir 3ml de solución de NaOH al 20%.
- Agitar para que se mezcle bien.
Realizar al mismo tiempo un experimento de prueba colocando en vez de 3m le albúmina 3ml de agua para observar que la reacción a salido correctamente y el color violeta característico de dicha reacción.
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Tubo izd: albúmina
Tubo dch: agua |
3. Conclusión: la solución que contenía albúmina y por tanto la que contenía proteínas se coloreó de violeta y la solución con agua no cogió el color violeta característico.
Extracción del ADN:
Materiales:
- Pulmón - Disolución de tampón (sal, agua, bicarbonato, detergente)
- Arena - Embudo
- Mortero - Colador
- Tubo de ensayo - Alcohol etílico
- Gradilla
- Técnica:
- Coger el pulmón del animal y machacarlo con el mortero hasta que quede hecho una papilla (usar arena, funciona como abrasivo)
- Echamos la disolución tampón y lo mezclamos.
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| Papilla de pulmón con arena y la solución tampón |
- Echamos esta mezcla en el colador para filtrar la solución y obtener solo el líquido.
- Coger 5ml de la solución y verterlo en otro tubo de ensayo.
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Se observa una serie de hilitos que suben
a la superficie, eso es el ADN |
- Los 5ml de la solución lo mezclamos con 5ml de alcohol etílico.
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| Tubo izquierda: contiene alcohol etílico |
3. Conclusión: El ADN que había en la disolución ha subido a la superficie como esperábamos.
